Основная часть ассортимента специальной культуральной посуды предназначена для роста клеток в монослое, что определяет особые требования к свойствам поверхности и материала изделий как из стекла, так и из пластика. Для культивирования клеток обычно используют флаконы, колбы, матрасы, чашки Петри, платы, роллерные сосуды, пробирки, пипетки и т. д.
Хотя в последние годы широко применяется пластиковая посуда одноразового использования, посуда из стекла не утратила своего значения благодаря ряду бесспорных преимуществ: хорошие адгезионные свойства поверхности, способствующие прикреплению клеток; многократность использования; биологическая инертность стекла ряда составов; термостойкость и другие. Кроме того, в экспериментах с контролируемым уровнем кислорода необходимо пользоваться именно стеклянной посудой, т.к. в пластике кислород может растворяться. Помимо этого, из пластика могут экстрагироваться водорастворимые органические соединения.
Для стеклянной лабораторной и культуральной посуды на практике в основном применяются два типа составов – многощелочное и малощелочное боросиликатное стекло типа «Пирекс». Щелочесодержащие силикатные стекла имеют недостаточную термостойкость и химическую устойчивость к воде, кислотам и щелочам. Алюмоборосиликатные малощелочные стекла типа «Пирекс» характеризуются высокой устойчивостью к воде, устойчивостью к щелочным растворам и ко всем кислотам, за исключением плавиковой (фтористоводородной) и горячей фосфорной. Кроме того, стекла типа «Пирекс» обладают хорошими оптическими свойствами.
При работе с культурами клеток пластиковая посуда в отдельных случаях более пригодна из-за характерных особенностей некоторых клеточных линий. Такая посуда проста в использовании, т.к. выпускается в стерильном, готовом к работе виде. Стерилизация производится в процессе изготовления физическими (облучение УФ светом или гамма-лучами) или химическими (газы – окись этилена, жидкости – этиловый спирт, раствор пергидроля) способами. Пластиковая посуда производится в двух модификациях: для культивирования микроорганизмов и для культивирования клеток. Такое разделение вызвано тем, что культивируемые клетки (речь идет о монослойном культивировании) в отличие от бактериальных клеток находятся в непосредственном контакте с поверхностью сосуда, которая является для них субстратом. Клетки оседают на этой поверхности, прикрепляются и распластываются. Для улучшения адгезионных свойств поверхности из полистирола ее подвергают специальной обработке, в то время как биологическая посуда не обрабатывается.
При составлении питательных сред нужно соблюдать некоторые правила.
Среды должны изготовляться в точном соответствии с их рецептурой (качественно-количественном составом). При этом необходимо соблюдать и последовательность внесения компонентов, указанную в инструкции по их изготовлению. Отклонение от этого правила может привести к помутнению среды, образованию осадка.
Последовательное растворение компонентов в дистиллированной или водопроводной воде проводят при нагревании и постоянном перемешивании, осуществляя визуальный контроль над полнотой их растворения. Необходимо следить за тем, чтобы продолжительность нагрева среды была бы минимальной, так как в результате длительного воздействия повышенных температур возможны деструкция и изменение свойств отдельных компонентов.
Особого внимания требует коррекция рН среды на всех стадиях ее изготовления. Коррекцию рН следует вести осторожно с тем, чтобы не допустить существенного подкисления или перещелачивания среды, и таким образом избежать необходимости последующей дополнительной коррекции. Дополнительное внесение кислот и щелочей не только влияет на химические процессы, протекающие в среде, но и увеличивает концентрацию минеральных солей. Кроме того, необходимо учитывать, что в процессе стерилизации сред автоклавированием этот показатель, в зависимости от состава среды, может изменяться в той или иной степени.
Некоторые компоненты среды следует стерилизовать отдельно из-за их чувствительности к нагреванию или к действию рН при повышенной температуре.
В подавляющем большинстве питательные среды должны быть прозрачными. С этой целью их подвергают фильтрованию. Жидкие и содержащие желатин среды (в горячем виде) фильтруют через бумажные фильтры, среды с агаром — через ватно-марлевые. В случаях, когда после фильтрования среды остаются мутными, к среде добавляют вещества-осветители: белок куриного яйца, сыворотку крови лошади или других животных, цельную кровь, химически чистый мел, древесный уголь и др.
В лабораторных условиях изготавливать среды лучше в посуде из нержавеющих материалов или нейтрального стекла. Другие типы стекла могут быть источниками микроэлементов или не выдерживать стерилизацию и др. Для изготовления питательных сред в больших объемах желательно использовать емкости из нержавеющей стали или боросиликатного стекла. Для этих целей абсолютно непригодна медная, оловянная и оцинкованная посуда как источник ионов тяжелых металлов, обладающих ингибиторными свойствами.
Приготовленные среды разливают в чистую и сухую посуду (колбы, флаконы, пробирки, специальные планшеты и др.), которую закрывают ватно-марлевыми пробками и стерилизуют. Однако в таком виде стерильная среда не может длительно храниться, так как быстро сохнет. Чтобы избежать высыхания, среды разливают в стеклянные флаконы, герметично закрывают их резиновыми пробками, которые затем завальцовывают алюминиевыми колпачками. В таком виде среды могут храниться больше года. Среды, разлитые в чашки Петри, также можно длительно хранить, если чашки со средой запаять в полиэтиленовые пакеты.
ОСНОВНЫЕ ТРЕБОВАНИЯ К ПИТ.СРЕДАМ
Одним из главных требований к жидким питательным средам для клеточных культур является их стерильность, достигаемая в ряде случаев и так называемой стерилизующей фильтрацией, освобождающей питательные среды от примесных частиц, бактерий и коллоидов.
Следует различать микро- и ультрафильтрацию сред. При микрофильтрации из жидкости удаляются частицы примесей и бактерий размерами от 0,25 до 10 мкм. Ультрафильтрация приводит к извлечению из раствора очень мелких частиц и коллоидов, а также молекул растворенных веществ с молекулярными массами от 1 тыс. до 1 млн. Процесс микрофильтрации осуществляется пропусканием жидкости через мембранные или глубинные фильтры.
Ряд недостатков, свойственных глубинным фильтрам, изготавливаемым из ваты, стекловолокна, асбеста, фарфора и других материалов (например, возможность роста микроорганизмов в массе фильтра, поглощение значительных количеств фильтруемых жидкостей), делают предпочтительным использование при очистке питательных сред мембранных фильтров, которые имеют поры гарантированного размера и лишены перечисленных выше недостатков. Мембранные фильтры изготавливаются из различных полимеров, в том числе позволяющих стерилизацию (фторопласт, поливинилдендифторид, эфиры целлюлозы) и обеспечивающих химическую стойкость к компонентам питательных сред. Для стерилизующей фильтрации питательных сред чаще всего используются мембранные фильтры диаметром 0,2−0,22 мкм. Для очистки питательных сред пригодны мембранные фильтры, производимые фирмами «Millipore», «Sartorius», «ShleiherShull», и другие.
В общем случае установка для стерилизующей фильтрации состоит из системы создания избыточного давления на фильтруемую жидкость, стерильного держателя фильтра, фильтрующей мембраны, трубопроводов и сосудов для размещения фильтруемой жидкости и фильтрата. Для обеспечения движения жидкости через фильтр к ней необходимо приложить определенное давление извне. Подобное давление может быть создано центробежными силами, вакуумом на выходе установки, но чаще для этой цели используется подача нейтрального газа (например, азота) под определенным давлением в сосуд со средой, подлежащей очистке. Величина избыточного давления зависит от размера пор и площади мембраны.
Для всех сред, не взирая на их разнообразие и многочисленность, выделяются общие основные требования, которые необходимо учитывать при разработке и приготовлении питательных сред. К их числу относятся следующие требования:
• Среды должны содержать все необходимые источники питания в оптимальных для данного микроорганизма концентрациях – недостаток или избыток питательных элементов оказывает негативное действие; в некоторых случаях среды должны содержать специальные факторы роста.
• В составе среды все источники питания должны быть представлены в такой форме, в которой микроорганизмы способны их усваивать.
• Основные компоненты среды (источники углерода, азота, фосфора, серы, калия) должны содержаться в соотношениях, приблизительно соответствующих соотношениям их в клетках.
• Среды, в зависимости от вида культивируемого микроорганизма, должны иметь определенный уровень кислотности – рН, при котором наиболее активно протекают процессы его жизнедеятельности. Повышенной чувствительностью к рН среды отличается большинство патогенных микроорганизмов, активный рост которых наблюдается в сравнительно узком диапазоне значений этого фактора – 7,0–7,4.
• Среды должны иметь определенный уровень окислительно-восстановительного потенциала (Eh), который зависит от состава питательной среды, степени насыщения ее кислородом, а также от уровня рН – чем ниже рН, тем выше Eh и наоборот. Как и в случае с рН, пригодность среды для тех или иных микроорганизмов, независимо от ее состава, может определяться уровнем и этого фактора – Eh.
• Среды должны быть изотоничными для микробных клеток, то есть осмотическое давление в среде должно быть практически таким же, как внутриклеточное.
• Среды должны быть стерильными.
Кроме вышеуказанных требований, являющихся общими, практически для всех сред, имеются и многие другие, касающиеся, например, тех свойств среды, которые могут затруднить или сделать некорректными визуальный контроль за процессами жизнедеятельности микроорганизмов (это цветность, прозрачность, консистенция и др.).
Для стерилизации фильтрованием используют фильтры, изготовляемые из материалов с различными физико-химическими свойствами, пропускной и адсорбционной способностями. В микробиологической практике наиболее широко применяются фильтры мембранные, асбестовые (фильтры Зейца), фарфоровые (фильтры-свечи) и стеклянные различных конструкций. Область применения фильтров определяется, главным образом, диаметром их пор.
Мембранные фильтры представляют собой диски различного диаметра и толщиной 0,1–0,5 мм, изготовляемые из ацетата целлюлозы и нитроцеллюлозы, ацетилцеллюлозы, полиамида и различающиеся по диаметру пор. Мембранные фильтры с диаметром пор 0,1 мкм и меньше называются ультрафильтрами и используются для выделения вирусов и высокомолекулярных белков.
К достоинствам мембранных фильтров относится сравнительно высокая скорость фильтрования и малая адсорбционная способность (способность задерживать кроме клеток различные вещества), а основным недостатком – непригодность для длительного фильтрования, т.к. сравнительно быстро закупориваются поры. Мембранные фильтры используют однократно.
Асбестовые фильтры известны под названием фильтров Зейца. Их изготавливают из смеси асбеста с целлюлозой в виде плотных пластинок различной толщины (от 4 до 6 мм) и диаметра (от 35 до 140 мм). Размер пор от 0,8 до 1,8 мкм. Асбестовые фильтры дешевы, доступны, характеризуются высокой емкостью поглощения. Однако следует учитывать, что в процессе фильтрования из этих фильтров в фильтрат могут выделяться щелочи, соли щелочных металлов, а иногда и соли железа, они способны адсорбировать различные вещества из фильтруемой жидкости.
Асбестовые фильтры, как и мембранные, используются однократно.
Стеклянные фильтры представляют собой двуслойные диски из мелкопористого стекла, впаянные в стеклянные воронки-держатели разной формы. Особенно широко известны фильтры Нутча и Бюхнера.
Наибольший размер пор у стеклянных фильтров – 200–400 мкм, наименьший – 1–1,5 мкм. Для стерилизации используются фильтры с диаметром пор, не превышающим 1–1,5 мкм. В отличие от асбестовых, они обладают меньшей адсорбционной способностью, не загрязняют фильтрат.
Из-за нестандартности размеров пор фильтры из стекла перед употреблением должны быть проверены на стерилизующий эффект, а перед повторным использованием необходима их специальная и весьма длительная обработка.
Фарфоровые фильтры, известные как свечи Шамберлана, Беркефельда, изготавливают из фарфора, кремнезема, каолина с примесью песка и с порами разного размера, и обозначаемые марками L1, L2-L13 (чем крупнее поры, тем меньше индекс). Для бактериологических целей, как правило, используют свечи марок L5–L7.
Основные недостатки свечей – непрочность, низкая скорость фильтрации, быстрая закупорка пор и сложность (или невозможность) регенерации. К тому же механизмом их фильтрующего действия является адсорбция.
Следует различать микро- и ультрафильтрацию сред. При микрофильтрации из жидкости удаляются частицы примесей и бактерий размерами от 0,25 до 10 мкм. Ультрафильтрация приводит к извлечению из раствора очень мелких частиц и коллоидов, а также молекул растворенных веществ с молекулярными массами от 1 тыс. до 1 млн.
В общем случае установка для стерилизующей фильтрации состоит из системы создания избыточного давления на фильтруемую жидкость, стерильного держателя фильтра, фильтрующей мембраны, трубопроводов и сосудов для размещения фильтруемой жидкости и фильтрата. Для обеспечения движения жидкости через фильтр к ней необходимо приложить определенное давление извне. Подобное давление может быть создано центробежными силами, вакуумом на выходе установки, но чаще для этой цели используется подача нейтрального газа (например, азота) под определенным давлением в сосуд со средой, подлежащей очистке. Величина избыточного давления зависит от размера пор и площади мембраны.