Курсовая работа (т): Зміна активності ферментів системи антиоксидантного захисту у нирках щура за дії гістаміну

Дія гістаміну на організм

Гістамін є одним з ендогенних чинників (медіаторів), що беруть участь в регуляції життєво важливих функцій організму і відіграють важливу роль в патогенезі ряду хворобливих станів [30].

Клінічними проявами дії гістаміну з боку шкіри є сильне відчуття свербіння; в дихальних шляхах - набряк слизової оболонки носа, гіперсекреція слизу в носі, бронхоспазм, гіперпродукція слизу бронхіальними залозами; у шлунково-кишковому тракті - біль, посилення продукції пепсину, соляної кислоти в шлунку, надмірне утворення слизу; в серцево-судинній системі - падіння артеріального тиску, порушення серцевого ритму і згущення крові. Виражена клінічна симптоматика, що виникає при дії на організм гістаміну, дає змогу розглядати гістамін як один з найважливіших медіаторів алергії. У зв’язку з цим для лікування алергічних проявів найчастіше застосовують протигістамінні засоби [36].

При з’ясуванні участі гістаміну на Н1-рецептори ворітної системи печінки щурів in vivo встановлено, що при внутрішньопортальному введенні гістамін (у дозах 2-8 мкг/кг), діючи через специфічні Н1-рецептори, зменшує локальний кровотік у печінці собак і підвищує ворітний тиск на фоні зниження системного артеріального тиску [30]. Дія гістаміну в дозі 8 мкг/кг на кисневий баланс печінки щурів зумовлює звуження ворітних судин печінки, завдяки чому постачання кисню до її функціональних елементів зменшується. Водночас гістамін пригнічує споживання кисню печінкою, як наслідок рівень напруги кисню в ній майже не змінюється. Вплив гістаміну на тканинне дихання печінки реалізується через Н1-рецептори.

Особлива роль у забезпеченні цілісності епітеліального бар’єру слизової оболонки шлунка (СОШ) належить гістамінопродукуючим клітинам [31]. Доведено, що у щурів є багато секреторних клітин (ECL-клітини), які містять гістамін, але дуже мало тучних клітин; у людини, навпаки, багато тучних клітин, але в ECL-клітинах немає гістаміну. У щурів ECL-клітини становлять 65-75% ендокринних клітин, містять гістамін, хромогранін і ще не ідентифіковані пептидні гормони.

Є відомості, що гістамін безпосередньо бере участь у регуляції процесів апоптозу лімфоїдних клітин. У дозі 0,1 мкг/кг маси тіла щура гістамін індукує та прискорює розвиток апоптозу лімфоїдних клітин (ЛК) у щурів. Клітини лімфовузлів і тимоцити є більш чутливими до гістаміноіндукованого апоптозу, ніж спленоцити й мононуклеари периферичної крові (МНПК) [37].

Селективна блокада Н1-гістамінових рецепторів дезлоратадином у дозах 0,007 мг/кг, 0,07 мг/кг та 0,7 мг/кг маси тіла у здорових щурів призводить до дозозалежного інгібування ранніх і пізніх стадій апоптозу спленоцитів і МНПК, та пізніх стадій апоптозу лімфоцитів і тимоцитів. Селективна блокада Н2-гістамінових рецепторів фамотидином у дозах 0,06 мг/кг, 0,6 мг/кг та 6 мг/кг маси тіла у здорових щурів викликає дозозалежну індукцію апоптозу в усіх субпопуляціях ЛК як на ранніх, так і на пізніх стадіях апоптотичного процессу [32].

Селективна блокада Н3-гістамінових рецепторів тіоперамідом у дозі 10 мг/кг маси тіла у здорових мишей в експерименті in vivo призводить до індукції пізньої стадії апоптозу лімфоїдних клітин. В експерименті in vitro на мононуклеарах периферичної крові людини тіоперамід у дозах 1 μМ, 10 μМ та 100 μМ призводить до модуляції процесів апоптозу, що доводить наявність Н3-гістамінових рецепторів на поверхні лімфоїдних клітин і їхнього залучення в регуляцію процесів програмованої загибелі.

Дія гістаміну в дозі 8 мкг/кг на кисневий баланс печінки щурів зумовлює звуження ворітних судин печінки, завдяки чому постачання кисню до її функціональних елементів зменшується. Водночас гістамін пригнічує споживання кисню печінкою, як наслідок рівень напруги кисню в ній майже не змінюється. Вплив гістаміну на тканинне дихання печінки реалізується через Н1-рецептори [45, 47].

2. Матеріали і методи досліджень

.1 Характеристика об'єкту дослідження

Для вирішення поставлених завдань було проведено дослід на білих щурах. Дослід тривав протягом 21 доби. Тварин підбирали за принципом аналогів, по 20 голів у кожній групі. Досліджували дію гістаміну на функціональні зміни нирки щура.

Дослідження проводили в лабораторії кафедри біофізики та біоінформатики Львівського національного університету імені Івана Франка.

Перша група тварин служила контролем. Тваринам другої та третьої груп на протязі 14-ти днів підшкірно вводили розчини гістаміну, концентрацією 1 та 8 мкг/кг відповідно (як вихідний розчин використовували 0,01% гістаміну дигідрохлорид). На 1-шу, 7-му, 14-ту та 21-шу (реабілітація) доби по п’ять тварин з кожної групи декапітували під легким ефірним наркозом (табл. 1). Швидко відбирали праву нирку для проведення досліджень.

Таблиця 1. Схема досліду

У відібраних зразках визначали стан системи антиоксидантного захисту за активністю супероксиддисмутази (Костюк В.А., 1990). Кількість білка у кожному зразку визначали за методом Лоурі (Lowry O.H., 1951).

Дані досліджень статистично обробляли з вираховуванням середніх арифметичних величин (М), стандартної похибки (m) і степінь вірогідності різниці (р), між показниками. Статистичну обробку усіх даних результатів досліджень проводили з використанням програми «Excel-97» для Windows.

2.2 Визначення активності супероксиддисмутази

Реактиви:

) ЕДТА 0,08 мМ;

мг - 10 мл Н₂О;

мг - 50 мл Н₂О;

) N, N, N, N - тетраметилетилендиамін;

) 0,1 М фосфатний буфер рН 7,8;

а) 0,2 М Na₂PO₄;

б) 0,2 М NaН₂PO₄;

) Кверцетин 1,4 мкМ на диметилсульфоксиді у розрахунку 45,4 мл кверцетину на 10 мл диметилсульфоксиду або диметилформаміду.

Визначення активності СОД проводили у декілька етапів:

. Готували реактив С. Для цього змішували 100 мл ЕДТА та 100 мл фосфатного буферу рН 7,8, потім суміш доводили N, N, N, N - тетраметилетилендиаміном до рН  10.

. Кверцетин переводили в рідкий стан, занурюючи у гарячу воду. Безпосередньо перед визначенням кверцетин розводили у розрахунку: 0,2 мл кверцетину доводили дистильованою водою до 2 мл.

У пробірку для контролю додавали 1 мл реактиву С, 2,4 мл Н₂О, 0,1 мл кверцетину.

У дослідну пробірку додавали 1 мл реактиву С, 2,3 мл Н₂О, 0,1 мл гомогенату, 0,1 мл кверцетину.

. Суміші в обох пробірках перемішували і швидко вимірювали. Вимірювання проводили на спектрофотометрі СФ-26 при довжині хвилі  = 406 нм проти контрольної проби кверцитину в нульовий момент (одразу після додавання кверцетину) та через 20 хв.

Активність СОД вираховували за формулою:

А _{(акт СОД)} = [(D’ - D’’/D’)·100] ·29,49 = од. акт/хв мг білка,

’ = E_к вих. - Е_дослід 20 хв,’’ = Е_досл вих. - Е_досл 20 хв,

де А_{(актСОД)} - активність супероксиддисмутази;- значення оптичної густини;

Е - екстинкція.

2.3 Визначення активності каталази

Принцип методу базується на здатності Н₂О₂ утворювати з солями молібдену стійкий забарвлений комплекс. Інтенсивність забарвлення перекисних сполук молібдену залежить від кількості Н₂О₂ в розчині (Королюк М.А., 1988). Каталаза, розкладаючи пероксид водню, зменшує інтенсивність забарвлення в пробі.

Реактиви:

1)      0,03% розчин Н₂О₂;

2)      4% розчин молібдату амонію;

)        0,5 н Н₂SO₄ та 0,25 н Н₂SO₄

Каталазну реакцiю запускали додаванням 0,1 мл гомогенату до 2 мл Н₂О₂. У холосту пробу замість гомогенату вносили 1 мл молібдату амонію. Реакцію у дослідних пробірках зупиняли через 10 хвилин додаванням 1 мл розчину молібдату амонію. У контрольні проби додавали 0,1 мл гомогенату. Після ретельного перемішування до дослідних пробірок вносили по 1 мл 0,25 н Н₂SO₄, а до контрольних - по 1 мл 0,5 н Н₂SO₄.

Інтенсивність забарвлення контрольної та дослідної проб визначали спектрофотометрично при довжині хвилі 410 нм проти води.

Активність каталази визначали за фомулою:

А_кат = ΔЕ·0,18/С

де DЕ - різниця екстинкції пустої та дослідної проб;

,18 - молярний коефіцієнт екстинкції комплексу Н₂О₂ з молібдатом амонію рівний 22200 М^-1×см^-1, в розрахунках використовували величину мілімолярного коєфіцієнта екстинкції, виражену як 22,2 см^-1∙мкмоль^-1;

С - концентрація бiлка.

Отримані результати виражали в мкмоль Н₂О₂/хв мг білка.

.4 Визначення активності глутатіонпероксидази

Мірою активності ферменту глутатіонпероксидази є швидкість окиснення глутатіону в присутності гідропероксиду третинного бутилу (Моін В.М., 1986).

Реактиви:

1. Трис-НСl буфер 0,1 М (рН 8,5).

. Трис-НСl буфер 0,1 М (рН 8,5), який містить 6 мМ ЕДТА та 12 мМ азид натрію. Безпосередньо перед аналізом на цьому буфері готували 4,8 мМ розчин відновленого глутатіону.

. Гідропероксид третинного бутилу 20 мМ (готували перед аналізом розведенням вихідного реактиву в 500 разів).

. ТХО (20%).

. Реактив Елмана - 0,01 М (3,96 г.∙л^-1) ДТНБК на метанолі.

Хід визначення.

мкл гомогенату інкубували із 830 мкл реактиву 2 впродовж 10 хв при 37 °С, додавали 70 мкл реактиву 3 та інкубували 5 хв. Реакцію зупиняли додаванням 0,2 мл холодної ТХО, осаджені білки видаляли центрифугуванням при 8000 об/хв. До 100 мкл супернатанту додавали 10 мл трис-НСl буферу (реактив 1) та 100 мкл реактиву Елмана. Через 5 хв проби фотометрували у кюветі із довжиною оптичного шляху 1 см при 412 нм.

Контрольна проба відрізнялася тим, що дослідний зразок вносили безпосередньо перед осадженням білків. Із урахуванням розведення біологічного матеріалу в даній методиці і коефіцієнта молярної екстинкції ТНФА при 412 нм - 11400, розраховували активність ГПО в мкМ використаного в реакції субстрату за формулою:

 мкмоль G-SH/хв∙мг білка,

де А_ГПО - активність глутатіонпероксидази;

ΔЕ - різниця екстинції за час реакції;

α - об’єм трис-HCl буфера, гідропероксиду трет-бутилу, розчину ТХО;

b - об’єм супернатанту, трис-HCl буфера та реактиву Елмана;

ε - молярний коефіцієнт екстинкції тіонінтрофенільного аніона, дорівнює 11400 М^-1·см^-1, у розрахунках використовували мілімолярний коефіцієнт екстинкції, виражений як 11,4 см²/мкмоль;

V_super - об’єм супернатанту (0,02 мл);

V_тк.фр - об’єм тканинної фракції;

t - час реакції;

С - концентрація білка, мг/мл;

α - об’єм проби, яку вносять у кювету;

l - довжина оптичного шляху (1 см)

3. Результати та їх обговорення

Серед різних процесів і явищ, які проходять в оточуючому середовищі, важливе місце займають окисно-віднові реакції. Наприклад, такі життєво важливі процеси, як дихання і фотосинтез включають стадії окиснення і відновлення. Процеси руйнування забезпечують основну частину енергоспоживання живого.

При підшкірному введенні гістаміну на третю добу досліду нами відмічалися алергічні реакції у щурів, які проявлялися почервонінням слизових оболонок та вушок, сльозоточивістю очей, значним «вмиванням» щурів. Проте вже до сьомої доби такі прояви були менш частими.

3.1 Активність супероксиддисмутази у нирці щура за дії гістаміну

При вивченні активності СОД у нирці за дії гістаміну, концентрацією 8 мкг/кг на 1 добу досліду її активність зростає на 28%, з рівнем достовірності р ≥ 0,95 (рис. 10). Супероксиддисмутаза - антиоксидантний фермент, який каталізує наступну реакцію: О₂ˉ+ еˉ + 2Н + ↔ Н₂О₂.

Рис. 10 Активність супероксиддисмутази у нирці щура за дії гістаміну, концентрацією 8 мкг/кг, на 1-у добу досліду (* - р ≥ 0,95).

На сьому добу досліду за дії гістаміну у концентрації 8 мкг/кг, відбувається достовірне зростання активності СОД у нирках щурів відносно контролю (рівень достовірності - р ≥ 0,95) (рис. 11). При вивченні дії гістаміну концентрацією 1 мкг/кг, як і на першу добу досліду, нами не виявлено зростання активності досліджуваного ферменту.

Рис. 11 Активність супероксиддисмутази у нирці щура за дії гістаміну, концентрацією 8 мкг/кг на 7 добу досліду (* - р ≥ 0,95).

На 14 добу досліду у нирці щура за дії гістаміну у концентрації 1 мкг/кг активність супероксиддисмутази починає зростати відносно контролю на 36% (рівень достовірності - р ≥ 0,99) (рис. 12).

Рис. 12 Активність супероксиддисмутази у нирці щура за дії гістаміну 1 мкг/кг (** - р≥0,99) та 8 мкг/кг (*** - р≥0,999) на 14 добу досліду

За дії вищої концентрації гістаміну (8 мкг/кг) активність СОД становить 4691,844 ± 93,19 од. активності/мг білка, тоді як у контролі її активність рівна 2580,016 ± 95,46 од. активності/мг білка. Отже, за дії гістаміну даної концентрації відбувається зростання активності СОД на 82% порівняно з контролем (р ≥ 0,999).

На 21 добу після реабілітації після дії гістаміну у концентрації 1 мкг/кг, активність СОД зростає на 42% відносно контролю (рівень достовірності р ≥ 0,95), а у концентрації 8 мкг/кг активність СОД зростає на 125% (рівень достовірності р ≥ 0,999) (рис. 13).

Рис. 13 Активність супероксиддисмутази у нирці щура за дії гістаміну 1 мкг/кг (* - р≥0,95) та 8 мкг/кг (*** - р≥0,999) на 21 добу досліду

Рис. 14. Зміна активності супероксиддисмутази у нирці щура за дії гістаміну у концентраціях 1 та 8 мкг/кг на 1-шу, 7-му, 14-ту та 21-шу (реабілітація) доби досліду. Контроль прийнято за 100% (* - р ≥ 0,95; ** - р ≥ 0,99; *** - р ≥ 0,999)

Отже, за дії гістаміну у концентрації 1 мкг/кг активність СОД перебуває у межах контролю включно до 7 доби досліду, проте вже на 14 добу нами зафіксовано достовірне зростання активності СОД, активність якої залишається на цьому ж рівнв і після реабілітаційного періоду.

Гістамін у концентрації 8 мкг/кг вже на першу добу досліду призводить до зростання активності СОД у тканинах нирки з поступовою інтенсифікацією активності даного ферменту впродовж всього досліду відносно 1-ї доби. Це свідчить, що гістамін у вищих концентраціях зумовлює процеси в результаті яких утворюються супероксиданіонрадикали - субстрати СОД. Відомо що супероксиданіонрадикали призводять до ініціації процесів ліпопероксидації в результаті яких може порушуватися структурна цілісність мембран.

3.2 Активність каталази у нирці щура за дії гістаміну

При вивченні активності каталази у нирці щура за дії гістаміну, концентрацією 1 мкг/кг на 1 добу досліду її активність спадає на 50% з рівнем достовірності р ≥ 0,999 (рис. 15). За дії гістаміну концентрацією 8 мкг/кг на 1 добу досліду її активність зростає на 45% з рівнем достовірності р ≥ 0,9.

Рис. 15. Активність каталази у нирці щура за дії гістаміну на 1 добу досліду

Каталаза розкладає перекис водню, утворюваний у процесі біологічного окиснення, на воду та молекулярний кисень: 2H₂O₂ = 2H₂O + O₂, а також окислює при наявності перекису водню низькомолекулярні спирти і нітрити, і бере таким чином участь у процесі клітинного дихання.

На 7 добу досліду за дії гістаміну у концентрації 1 мкг/кг відбувається достовірне спадання активності каталази у нирці щура відносно контролю (рівень достовірності - р ≥ 0,999), а за дії гістаміну концентрацією 8 мкг/кг відбувається достовірне спадання активності каталази (рівень достовірності - р ≥ 0,999) (рис. 16).

На 14 добу досліду у нирці щура за дії гістаміну у концентрації 1 мкг/кг активність каталази спадає відносно контролю на 65%, з рівнем достовірності р ≥ 0,999. За дії гістаміну вищої концентрації гістаміну 8 мкг/кг активність каталази спадає відносно контролю на 4%, з рівнем достовірності р ≥ 0,99) (рис. 17).

Рис. 16. Активність каталази за дії гістаміну у концентраціях 1 мкг/кг та 8 мкг/кг (*** - р≥0,999) на 7 добу досліду

Рис. 17. Активність каталази за дії гістаміну 1 мкг/кг (*** - р≥0,999) та 8 мкг/кг (** - р≥0,99) на 14 добу досліду

На 21 добу досліду після реабілітації після дії гістаміну у концентрації 1 мкг/кг, активність каталази спадає на 10% відносно контролю (рівень достовірності - р≥0,999), а у концентрації 8 мкг/кг активність каталази стає такою як у контролі (рівень достовірності - р≥0,99) (рис. 18).

Рис. 18. Активність каталази за дії гістаміну 1 мкг/кг (*** - р≥0,99) та 8 мкг/кг (** - р≥0,99) на 21 добу досліду

Рис. 19. Зміна активності каталази у нирці щура за дії гістаміну у концентраціях 1 та 8 мкг/кг на 1-шу, 7 та 21-шу (реабілітація) доби досліду. Контроль прийнято за 100% (* - р≥0,95; ** - р≥0,99; *** - р≥0,999)

Отже за дії гістаміну у концентрації 1 мкг/кг активність каталази значно спадає відносно контролю включно до 14 доби досліду, на 21 добу (реабілітація) нами зафіксовано достовірне зростання активності каталази.

За дії гістаміну концентрацією 8 мкг/кг активність каталази перебуває у межах контролю впродовж усього досліду.

3.3 Активність глутатіонпероксидази за дії гістаміну

При вивченні активності глутатіонпероксидази у нирці щура за дії гістаміну, концентрацією 1 мкг/кг на 1-шу добу досліду її активність спадає на 35%, з рівнем достовірності р≥0,999 (рис. 17). Реакції, що каталізуються глутатіонпероксидазою 2GSH + H₂O₂ → GS-SG + 2H₂O: де GSH показує відновлений мономерний глутатіон, а GS-SG - дисульфід глутатіона.

Фермент глутатіонредуктаза відновлює окислений глутатіон і завершує цикл:

GS-SG + NADPH + H⁺ → 2 GSH + NADP⁺.

Рис. 20. Активність глутатіонпероксидази у нирці щура за дії гістаміну на 1 добу досліду (рівень достовірності - р≥0,999)

На 7 добу досліду за дії гістаміну концентрацією 1 мкг/кг, відбувається достовірне спадання активності ГПО відносно контролю на 20% (рівень достовірності - р≥0,999), а за дії гістаміну концентрацією 8 мкг/кг активність ферменту спадає на 25% відносно контролю (рис. 21).

Рис. 21. Активність ГПО за дії гістаміну у концентраціях 1 та 8 мкг/кг на 7 добу досліду (*** - р≥0,999)

На 14 добу досліду у нирці щура за дії гістаміну у конценрації 1 мкг/кг активність глутатіон пероксидази спадає відносно контролю на 26% (рівень достовірності - р≥0,999) (рис. 22). За дії гістаміну вищої концентрації (8 мкг/кг) активність глутатіонперксидази становить 3693,018±96,47, тоді як у контролі її активність рівна 4798,654±94,20.

Отже, за дії гістаміну даної концентрації відбувається спадання активності глутатіонпероксидази на 12% порівняно з контролем (рівень достовірності - р≥0,999).

Рис. 22. Активність глутатіонпероксидази на 14 добу досліду

На 21 добу досліду після реабілітації після дії гістаміну концентрацією 1 мкг/кг активність глутатіонпероксидази спадає на 20% відносно контролю (рівень достовірності - р≥0,999), а за дії гістаміну концентрацією 8 мкг/кг активність ГПО знаходиться у межах контролю (рівень достовірності - р≥0,99) (рис. 23).

Рис. 23. Активність ГПО у нирці щура за дії гістаміну концентрацією 1 та 8 мкг/кг на 21 добу (реабілітація) досліду

Рис. 24. Зміна активності глутатіонпероксидази у нирці щура за дії гістаміну у концентраціях 1 та 8 мкг/кг на 1-шу, 7,14 - ту та 21-шу (реабілітація) доби досліду. Контроль прийнято за 100% (* - р≥0,95,** - р≥0,99,*** - р≥0,999)

Отже за дії гістаміну у концентрації 1 мкг/кг активність ГПО значно знижується відносно контролю на всі доби досліду.

За дії гістаміну у концентрацією 8 мкг/кг активність ГПО знижується включно до 14 доби досліду, проте після реабілітації на 21 добу досліду нами зафіксовано зростання активності фермента, що знаходиться у межах контролю.

Висновки

1.      Робота в лабораторії не відноситься до категорії безпечних, тому основою безпечної роботи можуть служити лише свідомо дотримані кожним співробітником правила техніки безпеки. У лабораторії забороняється їсти, питии та зберігати продукти у холодильниках з реактивами. Під час роботи з хімічними речовинами, зокрема з кислотами, є велика кількість отруйних випарів. Тому всі роботи із використанням небезпечних летких речовин потрібно виконувати під витяжною шафою. Кожний працівник лабораторії при роботі з шкідливими речовинами повинен використовувати засоби індивідуального захисту (халат, гумові рукавички, маски тощо). У лабораторії повинні бути первинні засоби пожежогасіння та медична аптечка для надання першої медичної допомоги. Перед виходом із лабораторії слід переконатися у тому чи виключені електроприлади. При роботі з електроприладами необхідно слідкувати за їх технічним станом, цілісністю ізоляції та запобігати коротким замиканням.

2.      Гістамін у концентрації 1 мкг/кг призводить до зростання активності СОД на пізніх етапах дослідження.

.        Гістамін у вищій концентрації веде до зростання активності СОД впродовж всього досліду.

.        Гістамін у концентрації 1 мкг/кг призводить до спадання активності каталази до 14 доби досліду, а на 21 добу її активність зростає.

.        За дії гістаміну концентрацією 8 мкг/кг активність каталази знаходиться у межах контролю.

.        Гістамін концентрацією 1 мкг/кг призводить до зниження активності ГПО на всі доби досліду.

.        Гістамін у концентрації 8 мкг/кг прзводить до зниження активності ГПО до 14 доби досліду, а після реабілітаційного періоду (21 доба) активність фермента зростає.

Література

1.   Akdis C.A., Blaser K. Histamine in the immune regulation of allergic infl ammation // J. Allergy. Clin. Immunol. - 2003. Vol. 112. P. 15-22.

2.      Alvarez E.O. «The role of histamine on cognition.». Behavioural Brain Research 199 (2): 183-9. 2009

4.   Peskin A.V., Winterbourn C.C. «A microtiter plate assay for superoxidedismutase using a water-soluble tetrazolium salt (WST-1)». Clinica Chimica Acta 293: 157-166. 2000

5.   Campana F. (2004). «Topical superoxidedismutase reduces post-irradiation breast cancer ibrosis». J. Cell. Mol. Med. 8 (1): 109-116.

6.   Elchuri S.; Oberley T.D.; Eisenstein R.S.; Jackson R.L.; Van R.H.; Epstein C.J.; Huang T.T. Cu, Zn-SOD deficiency leads to persistent and widespread oxidative damage and hepatocarcinogenesis later in life. Oncogene. 24:367-380; 2005.

7.      Jadidi-Niaragh F, Mirshafiey A (September 2010). «Histamine and histamine receptors in pathogenesis and treatment of multiple sclerosis». Neuropharmacology 59 (3): 180-9.

.        Lee H.S.; Lee B.Y.; Waterhouse B.D. (May 2005). «Retrograde study of projections from the tuberomammillary nucleus to the dorsal raphe and the locus coeruleus in the rat.» Brain research 1043 (1-2): 65-75

.        Muller F.L.; Song W.T.; Chaudhuri A.D.; Strong, R.; Huang T.T.; Epstein C.J.; Roberts L.J.; Csete M.T.; Faulkner J.A.; Van R.H. Absence of CuZn superoxide dismutase leads to elevated oxidative stress and acceleration of age-dependent skeletal muscle atrophy. Free Radic. Biol. Med. 40:1993-2004; 2006.

.        Noszal B.; Kraszni M.; Racz A. (2004). «Histamine: fundamentals of biological chemistry». In Falus, A.; Grosman, N.; Darvas, Z. Histamine: Biology and Medical Aspects. Budapest: SpringMed. pp. 15-28.

.        Pantazis A., Segaran A., Liu C.H., et al. (July 2008). «Distinct roles for two histamine receptors (hclA and hclB) at the Drosophila photoreceptor synapse». J. Neurosci. 28 (29): 7250-9.

.        Sentman M.L.; Granstrom M. T; Jakobson H. D; Reaume A. T; Basu S.; Marklund S.L. Phenotypes of mice lacking extracellular superoxide dismutase and copper - and zinc-containing superoxide dismutase. J. Biol. Chem. 281:6904-6909; 2006.

13. Ran Q., Liang H., Ikeno Y., et al. «Reduction in glutathione peroxidase 4 increases life span through increased sensitivity to apoptosis». J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 62 (9): 932-42; 2007

14.    Liochev S., Fridowich I. Copper, Zinc Superoxide Dismutase and H2O2 II The Journal of biological chemistry. - 2002. - Vol. 277, №38. - P. 34674-3468.

15. Lowry O.H. Protein measurement with the Folin phenol reagent. Journal of Boilogical Chemistry, 1951; 193 (1):р. 404-415.

16.    Yanai K.; Tashiro M. (2007). «The physiological and pathophysiological roles of neuronal histamine: an insight from human positron emission tomography studies.». Pharmacology & therapeutics 113 (1): 1-15.

17. Астафьева Н.Г., Горячкина Л.А. Лекарственная аллергия // Аллергология. - 2000. - №2. - С. 40-50.

18. Біологічна хімія: [Підручник // Л.М. Вороніна, В.Ф. Десенко, Н.М. Мадієвська та ін.]; За ред. проф. Л.М. Вороніної. - Х.: Основа; Видавництво УкрФА. - 1999. С. 30-40.

19.    Бішко О.І. Гістамін: фізико-хімічні та функціональні особливості / О.І. Бішко // Вісник Львівського ун-ту. Серія біологічна. - 2012. - Вип. 60. - С. 40-57.

20. Вороніна Л.М., Десенко В.Ф., Мадієвська Н.М. та ін. Біологічна хімія - Х. - 2000. С. 53.

21.    Головчак Н.П. Зміна інтенсивності ліпопероксидації й активності ферментів системи антиоксидантного захисту у тканині нирок птиці за дії гіпохлориту натрію різних концентрацій / Головчак Н.П., Коцюмбас Г.І., Галан М.Б. [та ін.] // StudiaBiologica/ Біологічні студії. - 2011. - Т. 5, №1. - С. 77-84.

.        Дворщенко К.О., Бервен О.Л., Гайда Л.М., Степанов Ю.В. Антиоксидантна система гепатоцитів щурів за умов виразкових уражень шлунку // Фізика живого. - 2009. - Т. 17, №2. - С. 98-101.

23. Журавлев А.И. Развитие идей Б.Н. Тарусова о роли цепных процессов в биологии // Биоантиокислители и регуляция метаболизма в норме и патологи. - М.: Наука, 1982. С. 54 - 67.

24.    Зборовська І. А. Антиоксидантна система організму, її значення у метаболізмі. Клінічні аспекти / Зборовська І. А., Баннікова М.В. / / Вісн. Ріс АМН. -1995. - №6. - С. 53 - 60.

.        Клебанов Г. І., Антиоксидантна активність сироватки крові / Клебанов Г. І., Теселкін Ю.О., Бабенкова І. В. и др. / / Вісн. Ріс. АМН. -1999. - №2. - С. 15-22.

26. Комаренко В. І., Тєрєхов А.А., Воробйова А.П., Янчук П. І. Дослідження ролі н1-рецепторів у реакціях ворітних судин печінки щурів на гістамін // Черкас. нац. ун-т. Сер. біол. науки. 2008. Вип. 128. С. 54-58.

27.    Комов В.П., Гормональна регуляція обороту супероксиддисмутази в печінці щурів / Комов В.П., Іванова Є.Ю. / / Зап. мед. хімії. - 1983. - №5. - С. 79 - 82.

28. Королюк М.А., Иванова Л.И., Майорова И.Г. Метод определения активности каталазы // Лабораторное дело. - 1988. - №1. - С. 16-19.

29. Костюк В.А., Потапович А.И., Ковалева Ж.М. Простой и чувствительной метод определения СОД, основаный на реакции окисления кверцитина // Вопросы мед. химии. - 1990. - Т. 36, №2. - С. 88-91.

.     Кулинский В.И., Колесниченко Л.С. Биологическая роль глутатиона // Успехи соврем. Биологии. - 1990. С. 84 - 89.

31.    Ленинжер А. Основы биохимии. - М.: Мир, 1985. - Т. 1. С. 33 - 36.

32. Лікарські рослини: енциклопед. довідник // відп. ред. А.М. Гродзінський. К.: Гол. ред. УРЕ, 1989. С. 544.

.     Людина. // Навч. посібник з анатомії та фізіології. Львів. 2002. С. 240.

34.    Меньщикова Е.Б. Окислювальний стрес. Прооксиданти і антиоксиданти / Є.Б. Меньщикова, В.З. Ланкін Н.К. Зенков, І.А. Бондар та ін / / М.: фірма «слово». - 2006. - С. 556.

.        Метод определения активности каталазы I М.А. Королюк, Л.И. Иванова, И.Г. Майорова, В.Е. Токарев II Лабораторное дело. - 19SS. - Вып. 1. - С. 16-18.

36. Моин В.М. Простой и специфический метод определения активности глутатионпероксидазы в еритроцитах // Лабораторное дело. - 1986. - №2. - С. 724-727.

37. Окислительный стресс. Пероксиданты и антиоксиданты /Е.Б. Меньщикова, В.З. Ланкин, Н.К. Зеньков, И.А. Бондарь, Н.Ф. Круговых, В.А. Труфакин.-М.:Фирма «Слово», 2000.-556 с.

.     Пістун І.П., Піщенюк В.Ф., Березовецький А.П. Безпека життєдіяльності. - Львів: Світ, 1996.

39.    Правила безпечної експлуатації електроустановок споживачів. - К.: Основа, 1998. - 348 с.

40. Ройт А., Бростофф Д., Мейл Д. Иммунология. М.: Мир.2000. С. 592.

41.    Селиверстов В.В. Методические указания по количественному определению гистамина в рыбе с помощью тест-системы ридаскрин гистамин (ridascreEn® histamin) (производство фирмы Ар-Биофарм/r-biopharm, Германия) // 2000. С. 46-49.

42. Харкевич Д.А. Фармакология: Учебник. - 9-изд., перераб., доп. и испр. - М.: ГЭОТАР-Медиа, 2006. С. 33.

43.    Чевари С., Чаба И., Секей Й. Роль супероксиддисмутазы в окислительных процессах клетки и метод определения ее в биологических материалах II Лабораторное дело. - 19S5. - Вып.11.
- С. 678-681.

44. Чекман І. С. Клінічна фітотерапія. Природа лікує. К.: Рада, 2000. С. 510.

45. Чекман І. С. Клінічна фармакологія протигістамінних препаратів // Укр. журнал дерматології, венерології, косметології. 2002. №2. С. 28-30.

46.    Юрочко Ф. Клінічна фармакологія блокаторів гістамінових рецепторів // Медицина світу. 2000. Т. 8. №1. С. 8-16.

47. Ястремська І. А. Регуляція гістаміном апоптозу лімфоїдних клітин - імунологія таалергологія: автореф. дис. … канд. мед. наук: 14.03.08. Донецьк, 2007. С. 22.