Известен способ моделирования перитонита, при котором исследователи предварительно проводят сенсибилизацию лабораторному животному (кролику) для развития участка некроза париетальной брюшины, которая создается предбрюшинным введением в пупочную область 1,5 мл 10%-ного хлорида кальция. Через 24 ч в правом и левом подреберьях, правой и левой паховой областях внутрибрюшинно в четырех точках выполняли инстилляцию эндотоксина Escherichia coli в объеме 1 мл/кг массы и 10% каловой взвеси из свежих фекалий этих же животных, приготовленной на изотоническом растворе хлорида натрия и однократно профильтрованной через двойной слой марли, в дозе по 2,0 мл в каждую из четырех точек. Распространенный гнойный перитонит формируется через 48-72 ч в 100% случаев [30].
Недостатком способов с использованием микробных взвесей служит то, что моделирование воспалительного процесса в брюшной полости является сложным и трудоемким, требует выращивания культур микроорганизмов, их сложной дозировки и многократного введения [23]. Кроме того, предложенное соотношение культур микроорганизмов не всегда может соответствовать микробиоценозу содержимого кишечника. Микробный пейзаж перитонеального экссудата обладает достаточной вариабельностью, а также видовой специфичностью. Кроме того, введение анаэробных микроорганизмов, приготовленных в аэробных условиях, не может не снизить их патогенности и вирулентности [23]. При использовании для инфицирования брюшной полости каловой взвеси животных существуют сложности в определении бактериальных агентов, так как без предварительной идентификации бактериальной флоры с использованием специфических сывороток невозможно проведение специфических исследований, в частности иммунологических [27]. Также следует отметить, что состав каловой взвеси у животных довольно нестабилен и во многом зависит от особенностей их кормления. Следующим недостатком можно считать непреднамеренное травмирование органов брюшной полости во время введения микробной взвеси. Помимо этого, в некоторых случаях возможно формирование ограниченного перитонита в связи с введением инфекта в определенный отдел брюшной полости. Таким образом, при использовании экспериментальных моделей гнойного распространенного перитонита с применением микробных культур сложно получить однотипную динамику развития гнойно-воспалительного процесса в брюшной полости.
Среди моделей, связанных с непосредственным повреждением стенки кишки, известна модель перитонита, предложенная С.А. Шалимовым с соавт. (1989). В эксперименте собакам проводят рассечение стенки тонкой кишки разрезом в 1-2 см. Поврежденную кишку не ушивают, рану передней брюшной стенки зашивают наглухо. В течение 24-36 ч после операции у животных развивается разлитой перитонит, на третий день без лечения летальность у экспериментальных животных составляет 100% [31].
Интересным можно считать способ моделирования перитонита, предложенный Ф.А. Исмагиловым (2010). Автор использовал для повреждения кишечной стенки эластичный обоюдоострый стержень из нихрома. Стержень погружался в капсулу, состоящую из однородного твердого вещества, тающего при температуре тела, в данном случае использовался лед. Капсула вводилась животным (собакам) через зонд в выбранный отдел кишки. Под действием температуры тела капсула тает, свернутый эластичный обоюдоострый стержень распрямляется и повреждает стенку кишки. При отсутствии интенсивного лечения животные погибали в течение 24-36 ч, летальность экспериментальных животных составила 95-98%. Способ малоинвазивен, бескровен, что является его несомненным достоинством [32].
Среди моделей, воспроизводимых с помощью хирургического вмешательства, заслуживает внимания способ, предложенный G.H.A. Clowes et al. (1968). Авторы осуществляют экспериментальным животным (собакам) перевязку слепой кишки лигатурой. При этом происходит некроз купола слепой кишки одновременно с формированием кишечной непроходимости, что приводит к развитию энтеральной недостаточности и, как следствие, к формированию перитонита. Исследователи показали, что животные уже через 1 сутки после операции имели признаки интоксикации, затем фиксировались повышение температуры и респираторный алкалоз [33]. Впоследствии C.J. Wright (1971), используя данную модель, описал у всех животных развитие бактериемии [34]. N.T. Ryan et al. (1974), продолжая исследования в этой области, воспроизвели модель на мелких лабораторных животных (крысах), при этом у всех животных наблюдали некроз слепой кишки и интестинальную флору в экссудате из брюшной полости при бактериологическом исследовании [35]. Также оказалось, что в течение 7 суток после оперативного вмешательства у многих животных формировался интраабдоминальный абсцесс в зоне слепой кишки без развития картины разлитого перитонита, но при этом у всех животных констатирован абдоминальный сепсис [35, 36].
Учитывая недостатки метода, K.A. Wichterman et al. (1980) описали модель перевязки слепой кишки лигатурой с последующей ее пункцией канюлями 18 G и 22 G [37]. Слепая кишка перевязывается дистально к илеоцекальному клапану и перфорируется с помощью игольчатых проколов. Установлено, что при однократной пункции канюлями 18 G и 22 G однодневная летальность составила 30% и 22% соответственно, к 5-м суткам - 90% и 77%. При этом при нанесении на кишку двух проколов канюлей 18 G однодневная летальность составила 75%, достигая в 5-м суткам 94%. При бактериологическом исследовании экссудата получен высев: Escherichia coli, Proteus mirabilis, Enterococcus, Streptococcus viridans, Streptococcus bovis, Bacteroides fragilis, Clostridium sporogenes, Peptostreptococcus [37, 38, 39].
А.В. Новосельцев с соавт. (2009) предложили дополнить модель K.A. Wichterman et al. (1980) обязательной резекцией большого сальника, учитывая его функциональные особенности. Для создания модели перитонита выполняли перфорации в бессосудистой зоне купола слепой кишки в 6-8 местах на различных сторонах кишки, резецировали сальник. Авторы считают, что медленное постоянное поступление кишечного содержимого в брюшную полость позволяет избежать развития инфекционно-токсического шока [40].
X. Liu et al. (2016) провели анализ модели с использованием перевязки слепой кишки лигатурой с последующей ее пункцией канюлями 14 G, 16 G и 22 G с трехгранными иглами. В отличие от традиционных игл, трехгранные иглы обеспечивают более стабильные результаты при моделировании перитонита. Кроме того, было обнаружено, что при увеличении диаметра иглы повышается степень тяжести состояния животного, о чем свидетельствуют показатели летальности в экспериментальных группах - 20%, 30% и 70% соответственно [41].
При проведении сравнительного анализа модели перитонита с пункций слепой кишки и введением полимикробной взвеси в брюшную полость экспериментального животного (крысы) H. Fang et al. (2020) показали, что 72-часовая смертность в группах с пункцией слепой кишки и введением фекальной взвеси составила 60% и 100% соответственно. Оба способа моделирования индуцировали абдоминальный сепсис у крыс и точно имитировали клинические условия [42].
При анализе различных моделей с повреждением кишки с целью создания распространенного гнойного перитонита T. Traeger et al. (2010) описали модель с использованием стента диаметром 1-2 мм, установленного в восходящую ободочную кишку. При этом происходит постепенное поступление кишечного содержимого от слепой кишки к стенту, установленному в восходящей ободочной кишке, а затем - в брюшную полость [43].
В свою очередь, G. Barrera et al. (2010) предложили устанавливать в просвет слепой кишки стерильную силиконовую трубку 18-го калибра с фиксацией ее в просвете кишки.
Кишечное содержимое свободно поступает в брюшную полость. В брюшную полость дополнительно вводили 0,5 мл теплого физиологического раствора. Выживаемость на 1-е сутки эксперимента среди экспериментальных животных (мышей) составила 54%, на 2-е сутки - 41%, в дальнейшем до 20-х суток гибели животных не наблюдали [44].
Установка стента в просвет кишки приводит к развитию диффузного перитонита с ранней и неуклонно нарастающей системной воспалительной реакцией, что дает возможность моделировать клиническое течение перитонита с последовательной санацией хирургического очага, а это является наиболее важным терапевтическим принципом при лечении пациентов, в то время как перевязка и пункция слепой кишки могут привести к формированию внутрибрюшного абсцесса.
Известны модели гнойного перитонита, в которых авторы используют комбинацию хирургического вмешательства с повреждением кишки с одновременным введением в брюшную полость микробной взвеси.
Так, В.А. Арапова с соавт. (2017) предлагают моделировать гнойный перитонит, формируя некроз слепой кишки путем наложения лигатуры на ее купол с одновременным введением 2 мл свежей отфильтрованной каловой аутовзвеси в просвет лигированного участка слепой кишки, на экспериментальных животных (крысах линии Вистар). Предлагаемый способ, по данным авторов, характеризуется развитием перитонита в 100% случаев, при этом выживаемость лабораторных животных в течение 7 суток составляет 60,6%, что немаловажно для разработки новых способов лечения и изучения основных патофизиологических механизмов заболевания. Недостатком метода можно считать вероятность развития ограниченного перитонита [45]. Послеоперационная летальность составляет 33,3%.
При использовании способа, предложенного Е.Е. Чепурных с соавт. (2020), послеоперационная летальность составляет 33,3% при воспроизводимости гнойного перитонита 100%. Способ заключается в повреждении слепой кишки и одновременном введении в брюшную полость микробной взвеси. Повреждается серозно-мышечный слой слепой кишки в бессосудистой зоне с последующим ушиванием стенки. В брюшную полость вводятся госпитальные штаммы микробных культур (Escherichia coli БРЛС и Bacteroides fragilis (зарегистрирован в Genbank, PRJNA48500)) [46], выделенных от больных острым аппендицитом. Общий объем взвеси - 1,0 мл на животного по 0,5 мл 109 микробных тел каждого патогена [8, 47].
Приведенные способы моделирования острого перитонита, выполненные с использованием хирургических приемов для повреждения кишки, производятся со вскрытием брюшной полости, что может быть технически сложно выполнимо и приводит к изменению клинической картины острого перитонита у экспериментального животного. В то же время использование моделей с повреждением кишечной стенки позволяет добиться развития перитонита, приближает процесс к реальным патогенетическим изменениям в брюшной полости при послеоперационном перитоните [48]. Но к недостаткам данных способов следует отнести, во-первых, бесконтрольный объем кишечного содержимого, поступающего в брюшную полость; в случае его значительного поступления высока вероятность развития абдоминального сепсиса и гибели животных в течение 1-х суток экспериментального исследования [49, 50, 5]. Во-вторых, не идентифицирован качественный и количественный состав бактериальных агентов. В-третьих, при пункционном повреждении слепой кишки существует вероятность образования внутрибрюшного абсцесса в зоне повреждения [9, 50, 51].
При использовании экспериментальных моделей с повреждением кишки и введением бактериальных агентов (микробной взвеси или каловой взвеси, полученной от животного) происходит развитие распространенного гнойного перитонита в 100% случаев в связи с наличием скомпрометированной повреждением слепой кишки и введением микрофлоры в свободную брюшную полость.
Анализируя вышесказанное, можно сделать вывод, что большинство современных моделей формирования распространенного гнойно-воспалительного процесса в брюшной полости полиэтиологичны. На начальном этапе исследователи использовали для моделирования гнойного процесса в брюшной полости различные инфекционные агенты, играющие ключевую роль в развитии перитонита. Но при введении инфекта в брюшную полость довольно часто развивается абдоминальный сепсис, летальность остается высокой, что не позволяет изучить течение экспериментального перитонита. При моделировании с помощью хирургических вмешательств, особенно с перфорацией стенки слепой кишки, существует вероятность ограничения гнойного процесса, а в случае с установкой стента в просвет кишки возможно развитие абдоминального сепсиса, так как объем и свойства бактериальных агентов до проведения бактериологического исследования содержимого брюшной полости неизвестны.
Разработка экспериментальных моделей гнойно-воспалительного процесса брюшной полости до сих пор остается актуальной. В настоящий момент существуют разнообразные модели экспериментального перитонита. Несмотря на то что все они имеют те или иные недостатки, вклад их в понимание патофизиологических и терапевтических аспектов диагностики и лечения распространенного перитонита не вызывает сомнений. Все терапевтические и хирургические методы лечения перитонита основаны на клинических испытаниях, которые были разработаны на основе экспериментальных моделей перитонита на животных в доклинических исследованиях. Дальнейшая разработка способов моделирования гнойно-воспалительного процесса брюшной полости необходима для изучения патофизиологических механизмов развития послеоперационного разлитого перитонита и разработки эффективной патогенетически обоснованной терапии у человека. Чем ближе экспериментальная модель адаптируется к течению заболевания у человека, тем надежнее будут результаты. Таким образом, разработка и совершенствование способов моделирования гнойно-воспалительного процесса брюшной полости, вероятно, продолжатся.